PRACTICA FORMULA LEUCOCITARIA 1/12/14

FORMULA LEUCOCITARIA

MATERIALES:

Microscopio

Papel

Lápiz

Lanceta

Capilar

Portaobjetos

Pipeta pasteur

Vaso de precipitado

Cristalizador

Puente

Aceite de inmersión

Agua destilada

Panóptico rápido

REACTIVO:

Aceite de inmersión

Agua destilada

Panóptico rápido

MUESTRA:

Sangre capilar

DESARROLLO:

1. Cogemos una lanceta, gasa, alcohol y un capilar.

2. En la gasa echamos alcohol, y lo restregamos en la punta o yema del dedo para desinfectarlo.

3. Se limpian bien los cubreobjetos con alcohol de 70º y lo secamos.

4. La primera gota de sangre se tira, ya que puede ir contaminada.

5. La segunda gota la depositamos en el cubreobjetos con la ayuda del capilar.

6. Hacemos una extension sanguínea.

7. Dejamos que se seque.

8. Lo vamos metiendo en el panóptico rápido durante 5 veces, con un segundo de duración aproximadamente en el mismo componente.

9. Lo lavamos con agua destilada.

10. Lo dejamos secar verticalmente.

11. Observamos microscopicamente.

RESULTADOS:
En primer lugar, la muestra se realizo con azul de metileno, pero al no observarse nada, se realizo con la prueba de panóptico rápido.

LECTURA DE RESULTADOS:
26 basofilos 26%
9  Linfocitos 9%
45 Segmentados 45%
20 Cayados 20%

INTERPRETACIÓN CLÍNICA:
Cayados:Desviacion a la izquierda.
Basofilos:Basofilia
Linfocitos:Linfopenia.
Segmentados:Valores normales.

HOJA DE TRABAJO:
1.¿Con que objetivo se observan los leucocitos cuando se determina una formula leucocitaria?
Determinar el % que tiene cada uno de los tipos de leucocitos con respecto al total de ellos. Se usa con el de 100X.
2.¿Como es el recorrido que se describe en la observacion leucocitaria?
En forma de almenas.
3.¿Cuando se han de observar al menos 200 leucocitos?
Cuando mas leucocitos mas exacta es la medicion.
4.Si de 100 leucocitos observados,20 son linfocitoss y el WBC  es igual a 7000 leucocitos/mm3 de sangre, ¿Cual es el numero de linfocitos que hay en 1mm3 de sangre?

5.¿Como se llama el aumento de los monocitos?
Manocitosis.
OBSERVACIONES:
Se ven pocos reticulocitos en mi muestra.

PRACTICA COTAJE DE RETICULOCITOS 27/11/14

CONTAJE DE RETICULOCITOS

MATERIALES:

Microscopio

Tubos de hemolisis

Pipeta pasteur

Portaobjetos

Baño María

Sistema de filtración

Sangre venosa

azul de cresil brillante en polvo

Agua destilada

Aceite de inmersión

Suero salino

Citrato sódico

REACTIVOS:

Azul de cresil brillante en polvo

Citrato sódico al 3%

Agua destilada

Aceite de inmersión

Solución salina al 0.9%

MUESTRA:

Sangre venosa

DESARROLLO:

1.Realizamos el citrato sódico pesando 3g de citrato sódico en polvo.

2. Ponemos el polvo pesado en un vaso de precipitado y lo disolvemos en agua, a continuación lo enrasamos en un matraz aforado de 100ml con la ayuda de un embudo.

3.Echamos otra vez agua en el vaso de precipitado usado antes y lo volcamos al matraz aforado.

4.Pasamos todo el líquido que hay en el matraz aforado a otro paso de precipitado con ayuda de un embudo y varilla agitadora.

5.Pesamos 3g de azul de cresil, mezclándolo todo en un vaso de precipitado.

6.Una vez terminado lo filtramos.

7.Con una pipeta pasteur cogemos el colorante y la sangre.

8.Echamos 3 gotas de colorante y 3 de sangre en un tubo de hemolisis.

9.Lo mezclamos y tapamos con un parafilm.

10.Lo introducimos al baño maria durante 5 min.

11.Cogemos una gota de la suspensión para depositarla en el portaobjetos.

12.Hacemos una extensión y la dejamos secar al aire.

13.Observamos microscópicamente.

RESULTADOS:

Imagen de internet

HOJA DE TRABAJO:

1.¿Que son los reticulocitos?

Son aquellos que presentan en su interior unos hilos finos de color azul y son producidos por anemia megaloblastica , anemias que cursan con dificultad en la eritropoyesis y anemia ferropenica.

2.¿Que tipo de tincion estamos utilizando?

Estamos utilizando la tincion supravital , es decir,son células vivas.

3.¿Por que hacemos la corrección del porcentaje de reticulocitos?

Para destacar errores en la técnica.

4.¿Que nos expresa el IPR?

El IPR nos da un valor numérico de la estimulación hematipoyetica por encima de la actividad de la linea base normal.

PRACTICA DETECCIÓN DE CUERPOS DE HEINZ 28/11/14

CUERPOS DE HEINZ

MATERIALES:

Gradilla

Tubo de ensayo

2 Pipeta graduada

Prepipeta

2 Portaobjetos

Sangre venosa

Pipeta pasteur

Microscopio

Para film

Papel de filtro

Baño María

Cronometro

REACTIVOS:

Colorante de cristal de violeta

Agua destilada

Aceite de inmersión

Suero salino 

MUESTRA:

Sangre venosa

DESARROLLO:

Hay dos tipos de desarrollo:

PROCEDIMIENTO 1 (SIN FILTRAR)

1. Del frigorífico sacamos la sangre venosa que esta colocada en una bandeja.

2. Movemos la sangre para arriba y para abajo con cuidado, para que no se junten todas las proteínas y no solo salga leucocitos.

3. Quitamos la pinza que tiene la parte superior de la bolsa.

4. Introducimos la goma de la bolsa de sangre dentro del tubo de ensayo.

5. La bolsa de sangre hay que subirla un poco mas arriba que el tubo de ensayo, cuando ya se vea que esta el volumen que se desea, volvemos a bajar la bolsa de sangre.

6. Antes de sacar el tubo de la sangre, cogemos un papel y lo sacamos con cuidado para no manchar la mesa y lo limpiamos.

7. Volvemos a ponerle la pinza, y meterlo en el frigorífico.

8. Depositamos el tubo de ensayo encima de la mesa de trabajo dentro de la gradilla.

9. Echamos el colorante en un vaso de precipitado.

10. Con la ayuda de una pipeta cogemos 1ml de colorante y lo añadimos en el tubo de ensayo.

11. Con otra pipeta cogemos 1ml de sangre y lo añadimos en el mismo tubo de ensayo.

12. Metemos la muestra a 37ºC durante 5 minutos al baño Maria y lo tapamos con un parafilm.

13. Hacemos una extensión de la muestra obtenida.

14. Observamos microscópicamente y le echamos una gota de aceite de inmersión.

PROCEDIMIENTO 2 (FILTRADO)

1. Del frigorífico sacamos la sangre venosa que esta colocada en una bandeja.

2. Movemos la sangre para arriba y para abajo con cuidado, para que no se junten todas las proteínas y no solo salga leucocitos.

3. Quitamos la pinza que tiene la parte superior de la bolsa.

4. Introducimos la goma de la bolsa de sangre dentro del tubo de ensayo.

5. La bolsa de sangre hay que subirla un poco mas arriba que el tubo de ensayo, cuando ya se vea que esta el volumen que se desea, volvemos a bajar la bolsa de sangre.

6. Antes de sacar el tubo de la sangre, cogemos un papel y lo sacamos con cuidado para no manchar la mesa y lo limpiamos.

7. Volvemos a ponerle la pinza, y meterlo en el frigorífico.

8. Depositamos el tubo de ensayo encima de la mesa de trabajo dentro de la gradilla.

9. Preparamos el colorante con 1ml de agua, 1ml de colorante, 1ml de suero salino y 1ml de sangre.

10. Cogemos con una micropipeta de 1ml el colorante, el agua, el suero salino y la sangre (cada una con diferentes puntas de la micropipeta) y lo metemos en el tubo de ensayo.

11. Metemos la muestra a 37ºC durante 5 minutos al baño Maria y lo tapamos con un parafilm.

12. Hacemos una extensión de la muestra obtenida.

13. Observamos microscópicamente y le echamos una gota de aceite de inmersión.

RESULTADOS:

Los resultados que se observan son pequeñas granulaciones de color purpura que se localizan en la periferia de los hematíes.

HOJA DE TRABAJO:

1.¿Cual es el colorante usado para teñir los cuerpos de Heins?

Cristal de violeta.

2.¿De que color son los cuerpos de Heins teñidos?

Son de color purpura.

3.¿Donde se localizan los cuerpos de Heins?

Se localizan en la periferia de los hematíes.

RESULTADOS OBTENIDOS:

En la sangre ensayada:

se ha encontrado cuerpos de Heins

VALORACIÓN DE LOS RESULTADOS:

El sujeto estudiado:

No tiene una HB inestable.

PRACTICA DETERMINACION DEL VALOR HEMATOCRITO MEDIANTE EL MICROMETODO 21/11/14

HEMATOCRITO 

MATERIALES:

Capilar

Plastilina

Gasa

Centrifugadora

Sangre venosa

Gradilla

Tubo de hemolisis

Lector de microhematocrito

MUESTRA:

Sangre venosa
REACTIVOS:
EDTA (pero no lo necesitamos)
FUNDAMENTO:
Cuando se centrifuga la sangre pueden dar tres tipos diferentes:

Se puede obtener por dos métodos :

1. Manuales: Consiste en la centrifugacion de la sangre , aplicandole una fuerza de 2000 a 5000 (macrometodo) y  12000 a 15000(micrometodo)
2. Automáticos El calculo matemático y el análisis de la sombra 

DESARROLLO:
1.Sacamos del frigo la sangre y la depositamos en un tubo de ensayo
2.El tubo lo depositamos en una gradilla
3.Con un capilar , lo introducimos en el tubo de sangre y llemanos las 3/4 partes de sangre
4.Lo limpiamos con una gasa
5.En la punta de abajo colocamos plastilina
6.Lo metemos en la centrifuga durante 5 minutos a 1200 rpr
7.Ponemos el capilar en el lector de microhematocrito

RESULTADO:
LECTURA DE LOS RESULTADOS OBTENIDOS:
Hay dos tipos:

1. Midiendo las columnas formadas en el interior de cada tubo con una regla milimetra y calcular el porcentaje de hematocrito mediante regla de tres.
2. Mediante un lector de microhematocrito.
   
   

No debe haber una diferencia del 2% entre los dos tubos , si esque la hay se repite de nuevo la practica
INTERPRETACION CLINICA DE LOS RESULTADOS OBTENIDOS:

• El valor normal esta comprendido entre 42 y 47% en mujeres y 45 y 52% en hombres.
• Si el HCT esta alto presenta una poliglobulina , aunque puede haber engaños por deshidratacion 
• Si el HCT esta bajo presenta una anemia , aunque puede haber engaños si una mujer esta embarazada 

HOJA DE TRABAJO:
1.¿Que significa la franja roja que tienen algunos capilares de microhematocrito?
Contiene heparina
2.¿A que fuerza relativa de centrifugacion se centrifuga la sangre?
A 12000-15000g durante 5 minutos.
3. Si la medida de la columna de eritrocitos es de 20 mm y la de la columna total es de 50 mm,¿Cual es el valor del hematocrito?
HTC=E*100/T
El valor es 40mm
4.Si con un capilar se obtiene un HCT de 45 y con el otro uno de 43,¿Como debe ser la forma de actuar ante estos resultados?

RESULTADOS OBTENIDOS:
Primer tubo capilar : E (1.7),HCT-RM(33.3),HCT-L(34)
Segundo tubo capilar: E(1.7),HCT-RM(34),HCT-L(34)

VALORACIÓN DE LOS RESULTADOS:

• ¿Ha de prolongarse la centrifugacion hasta 10 minutos? No
• El valor final de la determinacion indica que el HCT es:Normal

PRACTICA RECUENTO DE HEMATIES 20/11/14

HEMATIES

MATERIALES:

Camara de recuento

Cubreobjetos

Microscopio

Hayen

Sangre venosa

Pipeta diluidora de thoma

Tubo de goma

Prepipeta

Microscopio

REACTIVOS:

Liquido de Hayem

MUESTRA:

Sangre venosa

DESARROLLO:

1. Del frigorífico sacamos la sangre venosa que esta colocada en una bandeja.

2. Movemos la sangre para arriba y para abajo con cuidado, para que no se junten todas las proteínas y no solo salga leucocitos.

3. Quitamos la pinza que tiene la parte superior de la bolsa.

4. Introducimos la goma de la bolsa de sangre dentro del tubo de ensayo.

5. La bolsa de sangre hay que subirla un poco mas arriba que el tubo de ensayo, cuando ya se vea que esta el volumen que se desea, volvemos a bajar la bolsa de sangre.

6. Antes de sacar el tubo de la sangre, cogemos un papel y lo sacamos con cuidado para no manchar la mesa y lo limpiamos.

7. Volvemos a ponerle la pinza, y meterlo en el frigorífico.

8. Depositamos el tubo de ensayo encima de la mesa de trabajo dentro de la gradilla.
9. Incorporamos la pipeta de Thoma dentro del tubo de ensayo, en donde esta la sangre y vamos cogiendo poco a poco 1 ml de sangre con la ayuda de una prepipeta y una goma de plástico
10. Cuando sacamos la pipeta diluidora del tubo de ensayo lo limpiamos  la punta con una gasa
11. Incorporamos la pipeta en el tubo de ensayo del liquido de hayen y cogemos hasta completar la pipeta ,(101ml)
12.Volvemos hacer el mismo paso anterior, limpiamos la punta de la pipeta
13.Ponemos el dedo abajo,para que no salga el liquido y arriba tenemos que quitar la prepipeta y poner otro dedo para moverlo de 2 a 3 minutos en sentido horizontal
14.Quitamos  el dedo de abajo y desechamos las tres primeras gotas 
15.Mojamos con agua las lineas que lleva la cámara de recuento
16.Ponemos un cubreobjetos en la cámara de recuento(en medio)
17.Depositamos la pipeta diluidora en el extremo del cubre y cuando entre una gota quitamos la pipeta , hacemos en el otro sentido la misma operación
18.Dejamos reposar unos segundo al aire libre
19.Lo visualizamos microscopicamente con el objetivo de 40x(enfocamos el retículo y contamos los leucocitos presentes en los cuadros de las esquinas superiores e inferiores)

RESULTADOS:
Se cuentan los hematíes presentes en 5 cuadros medianos del cuadro grande central y este tiene 25 cuadros medianos,hay que multiplicar por 5 ña cifra obtenida en el recuento,para calcular el numero de hematíes que hay en cuadro grande.
La longitud de cada cuadro grande central es de 1mm y la longitud del espacio comprendido de este y el cubre es de 0.1mm y hay que multiplicarlo por 10.
Si la sangre se diluye hay que multiplicar el resultado por 100 , si la sangre es entera  hay que multiplicar el resultado por 200 y por ultimo ha perdido la sangre entera se multiplicar por 0.5

RBC=H*5*10*D

RBC=recuento de hhematites

H=hematíes contados en 5 cuadros medianos

D=factor  de dilucion

El azul son los del lado izquierdo 

El rosa son los del lado derecho

El amaillo es el del medio

6	6	12	7
7	6	11	5
7	13	2	3
8	7	11	6

9	8	10	4
10	13	16	12
12	19	14	13
9	8	14	20

6	10	8	3
8	13	11	5
6	8	16	5
6	5	8	4

10	9	4	12
10	12	14	16
10	12	11	12
14	8	5	11

7	12	17	13
12	9	6	14
8	11	7	5
5	12	9	11

INTERPRETACIÓN CLÍNICA DE LOS RESULTADOS OBTENIDOS

El  RBC es comprendido de mujeres 4 y 5.5 millones/mm3 y hombres 4.5 y 6 millones /mm3

HOJA DE TRABAJO:

1.¿Que se debe hacer si el liquido de Hayem contiene precipitados?

Debe ser filtrado.

2.¿Cual es el volumen de sangre diluida que hay sobre cada uno de los cuadros pequeños donde se han contado los hematíes?

0.005*0.005*0.1=0,0000025mm3

3.¿Cual es el volumen de sangre diluida que hay sobre cada uno de los cuadrados medianos donde se han contado los hematíes?

0.20*0.20*0.1=0,004mm3

4.¿Cual es el volumen de sangre diluida que hay sobre el cuadrado central?
1*1*0.1=0.1mm3

5.Si la pipeta Thoma se enrasa con sangre hasta la señal de 1¿Cual es la dilucion posteriormente obtenida?
100

6.Si la pipeta se diluye a 1/200 y se cuentan 450 hematies en 5 cuadros medianos ,¿Cual es el RBC obtenido?
RBC=H*D*10*5
450*200*10*5=4.5MILLONES/MM3

RESULTADO OBTENIDOS:

Hematies contados en 5 cuadrados medianos:6,6,12,7,11

Factor de dilucion:200

RBC:4.5 millones/mm3

VALORACIÓN DE LOS RESULTADOS:

Sexo de la persona a la que pertenece la sangre: Hombre

El RBC obtenido es:Normal

PRACTICA VISUALIZACION DE UNA CAMARA DE RECUENTO 20/11/14

CÁMARA DE RECUENTO

MATERIALES:
Cámara de recuento
Microscopio

DESARROLLO:
1.Observar con el microscopio el retículo de la cámara de recuento.
2.Enfocamos con el objetivo de 10x y contamos el numero de cuadrados medianos obtenidos en ese cuadrado grande periférico:

1. Teniendo en cuenta que la longitud de cada uno de los lados del retículo es de 3mm , calcular:

• La longitud de los lados de cada cuadrado grande periférico:1mm
• La longitud de los lados de cada uno de los cuadrados medianos englobados en un cuadrado grande periférico:0.25mm

1. Teniendo en cuenta que la longitud del espacio comprendido entre el reticulo y el cubre es de 0.1 mm , calcula el volumen de sangre diluida que hay en la camara de recuento montada , a nivel de:

• El retículo entero:0.9(.1*3*3)=0.81mm
• Un cuadrado grande periférico:0.1mm
• Un cuadrado mediano incluido en un cuadrado grande periférico:0.025

3.Enfocamos con el objetivo de 10x , el cuadrado grande central.
contar el numero de cuadrados medianos contenidos en ese cuadrado grande central:25
Contar el numero de cuadrados pequeños englobados en uno de esos cuadrados medianos:16

1. Teniendo en cuenta que la longitud de cada uno de los lados del retículo es de 3mm , calcular:

• La longitud de los lados del cuadrado grande central:1mm
• La longitud de los lados de cada uno de los cuadrados medianos incluidos en el cuadrado grande central:0.2mm
• La longitud de los lados de cada uno de los cuadrados pequeños contenidos en uno de esos cuadrados medianos:0.05mm

1. Teniendo en cuenta que la longitud del espacio comprendido entre el reticulo y el cubre es de 0.1 mm , calcular el volumen de sangre diluida que hay en la camara de recuento montada , a nivel de:

• El cuadrado grande central:0.1*1mm=0.1mm2
• Un cuadrado mediano englobado en el cuadrado grande central:0.02mm
• Un cuadrado pequeño incluido en uno de esos cuadrados medianos:5.10^`-2

OBSERVACIONES:

Esta muy bien porque se ve la cámara de recuento 

PRACTICA TINCION DE WRIGHT 13/11/14

WRIGHT

MATERIALES:
Tubos de ensayo
Cristalizador
Puentes de tincion
Pipeta pasteur
Microscopio
Agua destilada
Papel de fieltro
azul de metileno
tampon
aceite de inmersión
Sangre venosa
Gradilla
Lanceta
Portaobjetos

REACTIVOS:
Eosina-azul de metileno
Tampon ph 7.2
Aceite de inmersión

MUESTRA:
Sangre venosa

DESARROLLO:

1. Del frigorífico sacamos la sangre venosa que esta colocada en una bandeja.

2. Movemos la sangre para arriba y para abajo con cuidado, para que no se junten todas las proteínas y no solo salga leucocitos.

3. Quitamos la pinza que tiene la parte superior de la bolsa.

4. Introducimos la goma de la bolsa de sangre dentro del tubo de ensayo.

5. La bolsa de sangre hay que subirla un poco mas arriba que el tubo de ensayo, cuando ya se vea que esta el volumen que se desea, volvemos a bajar la bolsa de sangre.

6. Antes de sacar el tubo de la sangre, cogemos un papel y lo sacamos con cuidado para no manchar la mesa y lo limpiamos.

7. Volvemos a ponerle la pinza, y meterlo en el frigorífico.

8. Depositamos el tubo de ensayo encima de la mesa de trabajo dentro de la gradilla.

9. Con un cubreobjetos en la mesa, vamos añadiendo 5ml de sangre (1 gota aproximadamente) en el filo del portaobjetos. Con otro portaobjetos, vamos extendiendo la gota como se muestra en la foto siguiente.

10. Colocamos el frotis obtenido como se muestra en la foto siguiente.

11. Vertemos sobre el frotis 1ml de eosina-azul de metileno con la ayuda de una pipeta pasteur.

12. Dejamos actuar 1 minuto y lo lavamos con solución tampón pH 7.2

13. Dejamos escurrir y secar en posición vertical.

14. En un tubo de ensayo diluimos 0.5ml de eosina-azul de metileno con 0.5m de solución tampón pH 7.2. Lo mezclamos bien y cubrimos con esta solución la extensión.

15. Teñimos durante 3-5 minutos y lavamos con agua del grifo.

16. Lavamos otra vez con tampón pH 7.2. Lo dejamos escurrir y secar en posición vertical.

17. Añadimos una gota de aceite de inmersión para verlo en el microscopio con el objetivo a 100x.

RESULTADOS:

HOJA DE TRABAJO
1.¿Que tipo de colorante utilizamos en esta tincion?
Colorante de eosina-azul de metileno.
2.¿Que sustancia empleamos como fijador?
El metanol.
3.¿Cuanto tiempo debe estar en contacto el frotis con el colorante diluido?
DE 3 a 5 minutos.

PRACTICA TINCION DE WRIGHT 13/11/14

WRIGHT

MATERIALES:
Tubos de ensayo
Cristalizador
Puentes de tincion
Pipeta pasteur
Microscopio
Agua destilada
Papel de fieltro
azul de metileno
tampon
aceite de inmersión
Sangre venosa
Gradilla
Lanceta
Portaobjetos

REACTIVOS:
Eosina-azul de metileno
Tampon ph 7.2
Aceite de inmersión

MUESTRA:
Sangre venosa

DESARROLLO:

1. Del frigorífico sacamos la sangre venosa que esta colocada en una bandeja.

2. Movemos la sangre para arriba y para abajo con cuidado, para que no se junten todas las proteínas y no solo salga leucocitos.

3. Quitamos la pinza que tiene la parte superior de la bolsa.

4. Introducimos la goma de la bolsa de sangre dentro del tubo de ensayo.

5. La bolsa de sangre hay que subirla un poco mas arriba que el tubo de ensayo, cuando ya se vea que esta el volumen que se desea, volvemos a bajar la bolsa de sangre.

6. Antes de sacar el tubo de la sangre, cogemos un papel y lo sacamos con cuidado para no manchar la mesa y lo limpiamos.

7. Volvemos a ponerle la pinza, y meterlo en el frigorífico.

8. Depositamos el tubo de ensayo encima de la mesa de trabajo dentro de la gradilla.

9. Con un cubreobjetos en la mesa, vamos añadiendo 5ml de sangre (1 gota aproximadamente) en el filo del portaobjetos. Con otro portaobjetos, vamos extendiendo la gota como se muestra en la foto siguiente.

10. Colocamos el frotis obtenido como se muestra en la foto siguiente.

11. Vertemos sobre el frotis 1ml de eosina-azul de metileno con la ayuda de una pipeta pasteur.

12. Dejamos actuar 1 minuto y lo lavamos con solución tampón pH 7.2

13. Dejamos escurrir y secar en posición vertical.

14. En un tubo de ensayo diluimos 0.5ml de eosina-azul de metileno con 0.5m de solución tampón pH 7.2. Lo mezclamos bien y cubrimos con esta solución la extensión.

15. Teñimos durante 3-5 minutos y lavamos con agua del grifo.

16. Lavamos otra vez con tampón pH 7.2. Lo dejamos escurrir y secar en posición vertical.

17. Añadimos una gota de aceite de inmersión para verlo en el microscopio con el objetivo a 100x.

RESULTADOS:

HOJA DE TRABAJO
1.¿Que tipo de colorante utilizamos en esta tincion?
Colorante de eosina-azul de metileno.
2.¿Que sustancia empleamos como fijador?
El metanol.
3.¿Cuanto tiempo debe estar en contacto el frotis con el colorante diluido?
DE 3 a 5 minutos.

PRACTICA TINCION DE GIEMSA 11/11/14

GIEMSA

MATERIALES:
Cristalizable
Pipeta pasteur
Gradilla
Sangre capilar
Microscopio
Portaobjetos
Pipeta graduada
Agua destilada
Tubos de ensayo
Puentes de tincion
Metanol
Aceite de inmersion
Tampon ph 7.2
Colorante de Giemsa

REACTIVOS:
Aceite de inmersión
Colorante de Giemsa
Tampón pH 7.2
Metanol

MUESTRA:
Sangre venosa

DESARROLLO:

1. Del frigorífico sacamos la sangre venosa que esta colocada en una bandeja.

2. Movemos la sangre para arriba y para abajo con cuidado, para que no se junten todas las proteínas y no solo salga leucocitos.

3. Quitamos la pinza que tiene la parte superior de la bolsa.

4. Introducimos la goma de la bolsa de sangre dentro del tubo de ensayo.

5. La bolsa de sangre hay que subirla un poco mas arriba que el tubo de ensayo, cuando ya se vea que esta el volumen que se desea, volvemos a bajar la bolsa de sangre.

6. Antes de sacar el tubo de la sangre, cogemos un papel y lo sacamos con cuidado para no manchar la mesa y lo limpiamos.

7. Volvemos a ponerle la pinza, y meterlo en el frigorífico.

8. Depositamos el tubo de ensayo encima de la mesa de trabajo dentro de la gradilla.

9. Con un cubreobjetos en la mesa, vamos añadiendo 5ml de sangre (1 gota aproximadamente) en el filo del portaobjetos. Con otro portaobjetos, vamos extendiendo la gota.

10. Colocamos el frotis obtenido en un cristalizador horizontal.

11. Cubrimos el frotis con metanol durante 3 minutos. Pasado ese tiempo lo escurrimos y lo dejamos secar al aire libre.

12. Con el proceso anterior, conseguimos dejar el frotis fijo.

13. Con una micropipeta (de punta amarilla) de 200ul, cogemos los 0.2ml (200ul) de eosina-azul de metileno. Hacemos lo mismo con una pipeta de 2ml y cogemos 2ml de tampón pH 7.2. Todo esto lo depositamos en un tubo de ensayo.

14. Mezclamos el tubo suavemente.

15. Con una pipeta paseteur cogemos un poco de la mezcla y la depositamos encima del frotis cubriéndolo completamente, durante unos 20-25 minutos.

16. Escurrimos y lavamos con agua del grifo.

17. Lavamos con tampón pH 7.2 hasta eliminar los restos del colorante.

18. Lo dejamos escurrir y secar en posición vertical.

19. Una vez seca la muestra, añadimos aceite de inmersión y lo vemos microscópicamente con el objetivo de 100x.

RESULTADOS:
Bacterias :azul
Eritrocitos:rosa-asalmonado
Plaquetas:violeta

HOJA DE TRABAJO:
1.¿Cuales son los anticoagulantes mas adecuados para esta tecnica?
Heparina o EDTA.
2.¿Con que reactivo fijamos el frotis?
Colorante de Giemsa.
3.¿Cuanto tiempo debe actuar el colorante en el frotis?
Debe estar 25 minutos
OBSERVACIONES
Se consiguen ver los componentes de la sangre.